Crecimiento de plántulas de Laelia autumnalis y Encyclia cordigera en función de la concentración de sacarosa y carbón activado.

Marcela Cabañas Rodríguez; María  Andrade Rodríguez; Oscar Gabriel Villegas Torres; Iran Alia Tejacal; Porfirio Juarez López; José Antonio Chávez García

doi:10.18387/polibotanica.60.13

Autores

Marcela Cabañas Rodríguez Universidad Autonoma del Estado de Morelos
María Andrade Rodríguez Universidad Autonoma del Estado de Morelos
Oscar Gabriel Villegas Torres Universidad Autonoma del Estado de Morelos
Iran Alia Tejacal Universidad Autonoma del Estado de Morelos
Porfirio Juarez López Universidad Autonoma del Estado de Morelos
José Antonio Chávez García Universidad Autonoma del Estado de Morelos

DOI:

https://doi.org/10.18387/polibotanica.60.13

Palavras-chave:

orquídeas, carbohidratos, crecimiento.

Resumo

En el cultivo in vitro se usan diferentes componentes para mejorar el crecimiento de las plantas; entre ellos, la adición de diferentes concentraciones de sacarosa y carbón activado a los medios de cultivo ha favorecido el crecimiento de muchas especies de orquídeas. El objetivo de la investigación fue evaluar el efecto de tres concentraciones de sacarosa y carbón activado en el cultivo in vitro de plántulas de Laelia autumnalis y Encyclia cordigera, a fin de determinar la más adecuada para el crecimiento en cada especie. Se utilizaron los macro y micro nutrimentos del medio Murashige y Skoog (1962), suplementado con 0.5 mg L^-1 de tiamina HCl, 100 mg L^-1 de mioinositol y tres concentraciones de sacarosa (15, 30 y 45 g L^-1) y carbón activado (0, 1 y 3 g L^-1). Se usó un diseño experimental completamente al azar con 10 repeticiones. En L. autumnalis, 45 g de sacarosa y 1 g de carbón activado generó los mejores resultados para altura de plántula (31.97 mm), longitud de hoja (13.44 mm) y de raíces (8.63 cm), materia seca de planta y de raíces (6.57 y 2.65 mg, respectivamente). En E. cordigera, 45 g de sacarosa y 3 g de carbón activado, promovieron la mayor altura de plántula (6.06 mm), número (5.78) y longitud de hoja (21.54 mm), número de raíces (8.02), diámetro de protocormo (3.21 mm), materia seca de plantas y raíces (27.78 y 52.92 mg, respectivamente). Las plantas fueron más pequeñas en los medios sin carbón activado.

Referências

Al-Khateeb, A. A. (2008). Regulation of in vitro bud formation of date palm (Phoenix dactylifera L.) cv. Khanezi by different carbon sources. Bioresource Technology, 99, 6550-6555. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2007.11.070

Baskaran, P., & Jayabalan, N. (2005). Role of basal media, carbon sources and growth regulators in micropropagation of Eclipta alba – a valuable medicinal herb. Current Applied Science and Technology, 5(2), 469-482.

de Melo Ferreira, W., De Vasconcelos, M. C., Silva, C. C. N., de Oliveira, H. R., & Suzuki, R. M. (2017). Asymbiotic germination, multiplication and development of Alatiglossum fuscopetalum (Orchidaceæ) as affected by culture medium, sucrose and growth regulators. Iheringia – Série Botánica, 72(1), 57-65. https://doi.org/10.21826/2446-8231201772106

DOF. (2019). Diario Oficial de la Federación. Modificación del anexo normativo III, lista de especies en riesgo de la Norma Oficial Mexicana NOM-059-SEMARNAT-2010, protección ambiental-Especies nativas de México de la flora y fauna silvestre-Categorías de riesgo y especificaciones para su inclusión, exclusión o cambio-Lista de especies en riesgo, publicada.

Endres Júnior, D., Sasamori, M. H., & Droste, A. (2014). In vitro propagation of Anathallis adenochila (Loefgr.) F. Barros (Orchidaceae), a species endemic to southern and southeastern Brazil. Acta Botanica Brasilica, 28, 489-494. https://doi.org/10.1590/0102-33062014abb3158

Hagsater, E. & Salazar, G. A. (1990). Icones orchidacearum. Fascicle I. Orchids of Mexico Part, 1.

Halbinger, F. & Soto, M. (1997). Laelias of Mexico. Herbario AMO, Orquídea (México, DF), 15,160 p.

Hernández-Muñoz, S., Pedraza-Santos, M. E., Morales-García, J. L., Guillén-Andrade, H., López, P. A., & Téllez-Velasco, M. A. A. (2013). Phenotypic characterization of Mexican orchid laelia autumnalis. Acta Horticulturae, 97: 254-252. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2013.977.28

Huh, Y. S., Lee, J. K., Nam, S. Y., Hong, E. Y., Paek, K. Y., & Son, S. W. (2016). Effects of altering medium strength and sucrose concentration on in vitro germination and seedling growth of Cypripedium macranthos Sw. Journal of Plant Biotechnology, 43(1), 132-137. https://doi.org/10.5010/JPB.2016.43.1.132

Javed, F., & Ikram, S. (2008). Effect of sucrose induced osmotic stress on callus growth and biochemical aspects of two wheat genotypes. Pakistan Journal of Botany, 40(4), 1487-1495.

Koene, F. M., Amano, É., & Ribas, L. L. F. (2019). Asymbiotic seed germination and in vitro seedling development of Acianthera prolifera (Orchidaceae). South African Journal of Botany, 121, 83-91. https://doi.org/10.1016/j.sajb.2018.07.019

Lima, B. V., Santos, A. F., Inokuti, E. M., Guimarães, C. M., da Silva, R. V., Brito, I. B., & Barreto, R. W. (2024). Cultivo seminífero in vitro de Cyrtopodium cardiochilum: influência de concentrações de carvão ativado, sacarose e sais do meio Suprimento (S). Caderno Pedagógico, 21(5), e4050. https://doi.org/10.54033/cadpedv21n5-105

Lunn, J. E., Delorge, I., Figueroa, C. M., Van Dijck, P., & Stitt, M. (2014). Trehalose metabolism in plants. The Plant Journal, 79(4), 544-567. https://doi.org/10.1111/tpj.12509

Martin, T., Frommer, W. B., Salanoubat, M., & Willmitzer, L. (1993). Expression of an Arabidopsis sucrose synthase gene indicates a role in metabolization of sucrose both during phloem loading and in sink organs. The Plant Journal, 4(2), 367-377. https://doi.org/10.1046/j.1365-313X.1993.04020367.x

Mora-Cruz, Y., López-Peralta, M. C. G., Hernández-Meneses, E., & Cruz-Huerta, N. (2023). Regeneración in vitro de plantas de Prosthechea vitellina (Lindley) WE Higging por organogénesis directa. Revista Fitotecnia Mexicana, 46(1), 33-40. https://doi.org/10.35196/rfm.2023.1.33

Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A Revised Medium for Rapid Growth and biossays with Tobacco Tissue Cultures. Physiologia Plantarum, 15(3), 473-497. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x

Pan, M. J., & Staden, J. V. (1998). The use of charcoal in in vitro culture - A review. Plant Growth Regulation, 26, 155-163. https://doi.org/10.1023/A:1006119015972

Pedroza-Manrique, J. A. (2009). Efecto del carbón activado, ácido indolacético (AIA) y bencil amino purina (BAP) en el desarrollo de protocormos de Epidendrum elongatum Jacq bajo condiciones in vitro. Revista Colombiana de biotecnología, 11(1), 17-32.

Ramírez, M., Niño, S., & Berrío, T. (2016). Anatomía de la raíz de Encyclia cordigera (Kunth) Dressler (Orchidaceae). Revista Unellez de Ciencia y Tecnología, 34, 58-61.

Rittirat, S., Thammasiri, K., & Te-chato, S. (2012). Effect of media and sucrose concentrations with or without activated charcoal on the plantlet growth of P. cornu-cervi (Breda) Blume & Rchb.f. Journal of Agricultural Technology, 8(6): 2077-2087.

Rohmah, K. N., & Taratima, W. (2021). Effective Protocol for Rapid and Mass Micropropagation of Cymbidium aloifolium (L.) Sw. Protocorms Using Different Carbohydrate and Plant Growth Regulator. In Research Article Science Technology and Engineering Journal (Vol. 7, Issue 2).

Rolland, F., Baena-Gonzalez, E., & Sheen, J. (2006). Sugar sensing and signaling in plants: Conserved and novel mechanisms. In Annual Review of Plant Biology, 57(1), 675-709. https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.57.032905.105441

Salazar, M. S. A., Amaya N., A. Z. & Barrientos R., F. (2013). Evaluación de diferentes medios de cultivo in vitro en el desarrollo de híbridos de Phalaenopsis (Orchidaceae). Revista Colombiana de Biotecnología, 15(2): 97-105. https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v15n2.41268

Sedano, C. G., Manzo, G. A., Roldán, H. R., & Castellanos, J. A. (2015). Propagación in vitro de orquídeas y otras ornamentales. Revista Mexicana de Ciencias Agrícolas, 1, 451-456.

Sharry, S. E., Adema, M., & Abedini, W. (2015). Plantas de probeta: Manual para la propagación de plantas por cultivo de tejidos in vitro. Universidad Nacional de la Plata. Editorial de la Universidad de la Plata. 240 p.

Sipayung, P., Matanari, J., Lafau, M. B., Sulastri, Y. S., Ginting, B. B., Sihombing, D. R., Pandiangan, M., & Giawa, T. (2018). The effect of activated charcoal dose and benzyl amino purine concentration on the growth of orchid plantlets in murashige and skoog media in vitro. Earth and Environmental Science, 205(1). https://doi.org/10.1088/1755-1315/205/1/012025

Thomas, T. D. (2008). The role of activated charcoal in plant tissue culture. In Biotechnology Advances, 26(6), 618-631. https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2008.08.003

Zahara, M., Datta, A., Boonkorkaew, P., & Mishra, A. (2017). The effects of different media, sucrose concentrations and natural additives on plantlet growth of Phalaenopsis hybrid “pink.” Brazilian Archives of Biology and Technology, 60. https://doi.org/10.1590/1678-4324-2017160149